核移植的过程是什么?
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发布时间：2022-04-24 01:59
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时间：2023-10-20 12:43
哺乳动物的细胞核移植也早已引起关注，因哺乳类受精卵极小，体外培养和细胞核移植技术难度大，因此直到1981年IIImensee和Hoppe才首次报道获得成功。Mcgrath和Solter 在1983年发表了用核移植技术与细胞融合相配合的方法，能将90%以上的移核卵培养到胚泡期。经过胚胎移植，均可获得一定比例的核移植小鼠。
本实验以蛙和哺乳动物为实验材料介绍细胞核移植技术。
实验技术
一、蛙的细胞核移植（图17.1）
（一）受体卵的准备
1.去膜：
经人工催产使蛙卵成熟。挤出成熟的蛙卵，逐个去掉卵胶膜，接着把卵整齐地排列在高温灭菌过的培养皿内，使其粘于皿底。并使卵子动物极朝上，以便进行激动和挑核。然后加入适量的手术液，每次可在一个培养皿内排列卵25-40个。
2. 激动：
蛙卵在未受精前仍处于第二次成熟*的中期。为了使卵子完成第二次成熟*，排出第二极体，在双目解剖镜下，用一枚消毒过的玻璃针在动物极靠近赤道的地区浅刺一下，目的是代替自然受精时精子入卵的过程。由于针刺动作比精子入卵的速度快得多，所以针刺手术要轻缓。激动后的卵子，10-15分钟后产生第二极体。在解剖镜下可见动物极附近有一折光的圆形小球，此即第二极体。
3. 挑核：
当第二极体出现时，用一枚消毒过的玻璃针在极体处斜插入卵子表层，然后迅速提起针尖，由于卵黄膜的破裂，极体下的卵核随着一小部分细胞质流出卵外，形成一个卵外球，一般极体排出15分钟以后会逐渐消失。这样挑核应在极体出先后10分钟内完成，否则核将沉入卵子中心，去核手术不易成功。
4. 再去膜：
挑核后经过10分钟左右，待伤口基本愈合时，用两把磨的很尖的钟表镊子，渐次剥去卵外胶膜，直至余下一层受精膜为止。操作步骤如下：在双目解剖镜下，先将一把尖头镊子的一边尖端从卵子附着皿底的胶膜处小心而快速地插入到最内层胶膜，然后夹紧胶膜，把卵固定住，再用另一把镊子从卵子另一侧夹紧胶膜，向上向后把胶膜掀去，若用两把镊子左右对拉，则易损伤卵子，且使卵质变位，影响胚胎发育。
剥膜后的卵子移到盛有手术液的培养皿中置于玻璃板上，供注核用。
（二）供体细胞的分离
取囊胚或早期原肠胚的外胚层作为供体细胞。先在滤纸上除去胶膜，然后移入皿底涂有一层琼脂的并盛有分离液的培养皿中，用两把镊子剥去胚胎外余下的各层胶膜，切下外胚层，吸去不用的胚胎部分。一个很小的组织块放在分离液内数分钟，并轻轻摇动，细胞便可自行分散。如不分散，可用毛细吸管轻轻吹打。
分散后的胚胎细胞用毛细吸管移到盛有手术液的培养皿中，置于涂有琼脂的小载玻片上，作为移植时的供体细胞。
（三）核移植
1. 显微注射器的准备：
每次手术前应向显微注射器的整个管道系统灌入手术液或双蒸水，检查管道的各衔接处有否漏气。管内只要有一极小的气泡，注射器的调节就失灵。同时应注意选择弹簧上弹性较灵敏的部位以便操作准确（图17.2，17.3，17.4）。
2. 微型吸管的制备：
吸管最好用软质玻璃管。制作前，先将玻管用洗液洗净，再用蒸馏水彻底将酸洗去。这样可使拉出的微吸管内部洁净，不致影响细胞核的吸入和射出。将玻管拉成口径1mm的细管，然后在微火焰上，再拉成微吸管，管径在10-20微米之间（图17.5，17.6）。
3. 吸细胞核：
吸核的方法不是将微吸管头刺入供体细胞内吸取细胞核，而是利用显微操纵台通过轻轻地来回转动千分尺外径，将一个细胞慢慢地吸入微吸管。必须注意微吸管的内径要比细胞小，这样能使被吸入的细胞由于吸力的作用而破裂，结果可以依靠目测，将细胞核和包在它周围的一部分细胞质一起吸入管内，避免细胞核直接与液体接触，以免受损。还应调节使供体细胞尽量靠近管口，避免注核时带入较多的手术液。
4. 注核：
将吸有供体细胞核的微吸管在离动物极45度左右的地方刺入动物半球的中心，再稍微向上提一下管口，然后轻轻地推动微量注射器，把管内的细胞核连同周围的细胞质慢慢地注入卵内。如果注射速度太快，注入卵内的压力过大，则会使卵子破裂，导致实验失败。
一般从首次去胶膜到注完15个左右的核，需2-2.5小时，时间过长，将会影响移核卵的发育。
5. 培养观察：
移核后的卵子转入1/10 Holtfreter 液中，置25℃恒温箱中培养。及时观察卵子的发育并做好记录。
6. 用同批卵按常规人工授精的方法获得受精卵，置培养皿中在同等温度条件下培养，以便与移核卵作对比观察。
二、哺乳动物的细胞核移植
1. 取卵：
取卵的方法与实验十六相同。
2. 去核卵的制作：
用白色小鼠的受精卵作受体，在有相差干涉装置的显微镜下，将预先备好的移核针管头端，借助显微操作器刺入受精卵的透明带，让针头仅穿过透明带而不刺破卵子的质膜。再用针口对准雄核，隔着质膜将其吸入针管内。然后将针口对准雌核，以同样的方法将雌、雄原核吸至针管前端，随即慢慢拔出针管。此时可见到卵子质膜弹性很大，在管口与透明带之间质膜被拉成细丝，然后断开，形成只有细胞质的去核卵和在针管内有两个原核和少量细胞质，外有质膜包裹的两个部分。该去核卵即作受体用（图17.7）。
3. 细胞核移植：
用同法将作供体的黑小鼠受精卵的雌、雄原核吸入针管内，然后吸入少许仙台病毒（Inactivatied Sendai Viras），再将上述针管移至去核卵，让管口穿过透明带原有的小孔进入卵周隙，此时轻轻转动注射器，使外有质膜包裹的雌、雄原核和仙台病毒一起进入受体卵的透明带与质膜之间的卵周隙，然后把针管缓缓抽出即可（图17.8）。如继续观察，能见到在病毒的作用下，移入细胞核所带的质膜与去核的质膜接触处，质膜慢慢溶化消失，雌、雄原核进入受体卵的融合过程。该移核卵子，实际是核质杂交。如果操作成功，在二氧化碳培养箱内培养， 90%以上的卵子可发育至胚泡期，经过胚胎移
植可获得核移植的核质杂交小鼠。
在核移植的全过程中，每一步骤均需严格操作，尽量减少对细胞膜、质和核的损伤，所用的器皿也需严格消毒，防止污染，以提高各个步骤的成活率。
实验材料
1.实验材料：
蛙受精卵，蛙囊胚晚期或原肠早期胚胎，昆明白小鼠，黑小鼠（C57BL―6）.
2.实验仪器：
显微操作器、显微注射器、拉针器、酒精喷灯、虹膜剪刀、尖头钟表镊、
内径0.5cm，0.3cm玻璃管、1mm玻璃毛细管、玻璃针、培养皿、弯头吸管、毛细吸管、微吸管、温箱、双目解剖镜、显微镜。
3.实验药品：
手术液：即 Holtfreter液，需煮沸消毒
分离液：
NaCl 0.35g
KCl 0.005g
双蒸水 100ml
待以上混合液煮沸消毒冷却后加入
EDTA(乙二胺四乙酸) 18.6mg
NaHCO3 0.02g
Ringer液
70%酒精
2%琼脂
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哺乳动物的细胞核移植也早已引起关注，因哺乳类受精卵极小，体外培养和细胞核移植技术难度大，因此直到1981年IIImensee和Hoppe才首次报道获得成功。Mcgrath和Solter 在1983年发表了用核移植技术与细胞融合相配合的方法，能将90%以上的移核卵培养到胚泡期。经过胚胎移植，均可获得一定比例的核移植小鼠。
本实验以蛙和哺乳动物为实验材料介绍细胞核移植技术。
实验技术
一、蛙的细胞核移植（图17.1）
（一）受体卵的准备
1.去膜：
经人工催产使蛙卵成熟。挤出成熟的蛙卵，逐个去掉卵胶膜，接着把卵整齐地排列在高温灭菌过的培养皿内，使其粘于皿底。并使卵子动物极朝上，以便进行激动和挑核。然后加入适量的手术液，每次可在一个培养皿内排列卵25-40个。
2. 激动：
蛙卵在未受精前仍处于第二次成熟*的中期。为了使卵子完成第二次成熟*，排出第二极体，在双目解剖镜下，用一枚消毒过的玻璃针在动物极靠近赤道的地区浅刺一下，目的是代替自然受精时精子入卵的过程。由于针刺动作比精子入卵的速度快得多，所以针刺手术要轻缓。激动后的卵子，10-15分钟后产生第二极体。在解剖镜下可见动物极附近有一折光的圆形小球，此即第二极体。
3. 挑核：
当第二极体出现时，用一枚消毒过的玻璃针在极体处斜插入卵子表层，然后迅速提起针尖，由于卵黄膜的破裂，极体下的卵核随着一小部分细胞质流出卵外，形成一个卵外球，一般极体排出15分钟以后会逐渐消失。这样挑核应在极体出先后10分钟内完成，否则核将沉入卵子中心，去核手术不易成功。
4. 再去膜：
挑核后经过10分钟左右，待伤口基本愈合时，用两把磨的很尖的钟表镊子，渐次剥去卵外胶膜，直至余下一层受精膜为止。操作步骤如下：在双目解剖镜下，先将一把尖头镊子的一边尖端从卵子附着皿底的胶膜处小心而快速地插入到最内层胶膜，然后夹紧胶膜，把卵固定住，再用另一把镊子从卵子另一侧夹紧胶膜，向上向后把胶膜掀去，若用两把镊子左右对拉，则易损伤卵子，且使卵质变位，影响胚胎发育。
剥膜后的卵子移到盛有手术液的培养皿中置于玻璃板上，供注核用。
（二）供体细胞的分离
取囊胚或早期原肠胚的外胚层作为供体细胞。先在滤纸上除去胶膜，然后移入皿底涂有一层琼脂的并盛有分离液的培养皿中，用两把镊子剥去胚胎外余下的各层胶膜，切下外胚层，吸去不用的胚胎部分。一个很小的组织块放在分离液内数分钟，并轻轻摇动，细胞便可自行分散。如不分散，可用毛细吸管轻轻吹打。
分散后的胚胎细胞用毛细吸管移到盛有手术液的培养皿中，置于涂有琼脂的小载玻片上，作为移植时的供体细胞。
（三）核移植
1. 显微注射器的准备：
每次手术前应向显微注射器的整个管道系统灌入手术液或双蒸水，检查管道的各衔接处有否漏气。管内只要有一极小的气泡，注射器的调节就失灵。同时应注意选择弹簧上弹性较灵敏的部位以便操作准确（图17.2，17.3，17.4）。
2. 微型吸管的制备：
吸管最好用软质玻璃管。制作前，先将玻管用洗液洗净，再用蒸馏水彻底将酸洗去。这样可使拉出的微吸管内部洁净，不致影响细胞核的吸入和射出。将玻管拉成口径1mm的细管，然后在微火焰上，再拉成微吸管，管径在10-20微米之间（图17.5，17.6）。
3. 吸细胞核：
吸核的方法不是将微吸管头刺入供体细胞内吸取细胞核，而是利用显微操纵台通过轻轻地来回转动千分尺外径，将一个细胞慢慢地吸入微吸管。必须注意微吸管的内径要比细胞小，这样能使被吸入的细胞由于吸力的作用而破裂，结果可以依靠目测，将细胞核和包在它周围的一部分细胞质一起吸入管内，避免细胞核直接与液体接触，以免受损。还应调节使供体细胞尽量靠近管口，避免注核时带入较多的手术液。
4. 注核：
将吸有供体细胞核的微吸管在离动物极45度左右的地方刺入动物半球的中心，再稍微向上提一下管口，然后轻轻地推动微量注射器，把管内的细胞核连同周围的细胞质慢慢地注入卵内。如果注射速度太快，注入卵内的压力过大，则会使卵子破裂，导致实验失败。
一般从首次去胶膜到注完15个左右的核，需2-2.5小时，时间过长，将会影响移核卵的发育。
5. 培养观察：
移核后的卵子转入1/10 Holtfreter 液中，置25℃恒温箱中培养。及时观察卵子的发育并做好记录。
6. 用同批卵按常规人工授精的方法获得受精卵，置培养皿中在同等温度条件下培养，以便与移核卵作对比观察。
二、哺乳动物的细胞核移植
1. 取卵：
取卵的方法与实验十六相同。
2. 去核卵的制作：
用白色小鼠的受精卵作受体，在有相差干涉装置的显微镜下，将预先备好的移核针管头端，借助显微操作器刺入受精卵的透明带，让针头仅穿过透明带而不刺破卵子的质膜。再用针口对准雄核，隔着质膜将其吸入针管内。然后将针口对准雌核，以同样的方法将雌、雄原核吸至针管前端，随即慢慢拔出针管。此时可见到卵子质膜弹性很大，在管口与透明带之间质膜被拉成细丝，然后断开，形成只有细胞质的去核卵和在针管内有两个原核和少量细胞质，外有质膜包裹的两个部分。该去核卵即作受体用（图17.7）。
3. 细胞核移植：
用同法将作供体的黑小鼠受精卵的雌、雄原核吸入针管内，然后吸入少许仙台病毒（Inactivatied Sendai Viras），再将上述针管移至去核卵，让管口穿过透明带原有的小孔进入卵周隙，此时轻轻转动注射器，使外有质膜包裹的雌、雄原核和仙台病毒一起进入受体卵的透明带与质膜之间的卵周隙，然后把针管缓缓抽出即可（图17.8）。如继续观察，能见到在病毒的作用下，移入细胞核所带的质膜与去核的质膜接触处，质膜慢慢溶化消失，雌、雄原核进入受体卵的融合过程。该移核卵子，实际是核质杂交。如果操作成功，在二氧化碳培养箱内培养， 90%以上的卵子可发育至胚泡期，经过胚胎移
植可获得核移植的核质杂交小鼠。
在核移植的全过程中，每一步骤均需严格操作，尽量减少对细胞膜、质和核的损伤，所用的器皿也需严格消毒，防止污染，以提高各个步骤的成活率。
实验材料
1.实验材料：
蛙受精卵，蛙囊胚晚期或原肠早期胚胎，昆明白小鼠，黑小鼠（C57BL―6）.
2.实验仪器：
显微操作器、显微注射器、拉针器、酒精喷灯、虹膜剪刀、尖头钟表镊、
内径0.5cm，0.3cm玻璃管、1mm玻璃毛细管、玻璃针、培养皿、弯头吸管、毛细吸管、微吸管、温箱、双目解剖镜、显微镜。
3.实验药品：
手术液：即 Holtfreter液，需煮沸消毒
分离液：
NaCl 0.35g
KCl 0.005g
双蒸水 100ml
待以上混合液煮沸消毒冷却后加入
EDTA(乙二胺四乙酸) 18.6mg
NaHCO3 0.02g
Ringer液
70%酒精
2%琼脂
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时间：2023-10-20 12:43
供体母羊的选择和检查；供体母羊发情周期的记载；供体母羊超数排卵处理；供体母羊的发情和人工授精；受体母羊的选择；受体母羊的发情记载；供体、受体母羊的同期发情处理；供体母羊的胚胎收集；胚胎的检验、分类、保存；受体母羊移入胚胎；供体、受体母羊的术后管理；受体母羊的妊娠诊断；妊娠受体母羊的管理及分娩；羔羊的登记。
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哺乳动物的细胞核移植也早已引起关注，因哺乳类受精卵极小，体外培养和细胞核移植技术难度大，因此直到1981年IIImensee和Hoppe才首次报道获得成功。Mcgrath和Solter 在1983年发表了用核移植技术与细胞融合相配合的方法，能将90%以上的移核卵培养到胚泡期。经过胚胎移植，均可获得一定比例的核移植小鼠。
本实验以蛙和哺乳动物为实验材料介绍细胞核移植技术。
实验技术
一、蛙的细胞核移植（图17.1）
（一）受体卵的准备
1.去膜：
经人工催产使蛙卵成熟。挤出成熟的蛙卵，逐个去掉卵胶膜，接着把卵整齐地排列在高温灭菌过的培养皿内，使其粘于皿底。并使卵子动物极朝上，以便进行激动和挑核。然后加入适量的手术液，每次可在一个培养皿内排列卵25-40个。
2. 激动：
蛙卵在未受精前仍处于第二次成熟*的中期。为了使卵子完成第二次成熟*，排出第二极体，在双目解剖镜下，用一枚消毒过的玻璃针在动物极靠近赤道的地区浅刺一下，目的是代替自然受精时精子入卵的过程。由于针刺动作比精子入卵的速度快得多，所以针刺手术要轻缓。激动后的卵子，10-15分钟后产生第二极体。在解剖镜下可见动物极附近有一折光的圆形小球，此即第二极体。
3. 挑核：
当第二极体出现时，用一枚消毒过的玻璃针在极体处斜插入卵子表层，然后迅速提起针尖，由于卵黄膜的破裂，极体下的卵核随着一小部分细胞质流出卵外，形成一个卵外球，一般极体排出15分钟以后会逐渐消失。这样挑核应在极体出先后10分钟内完成，否则核将沉入卵子中心，去核手术不易成功。
4. 再去膜：
挑核后经过10分钟左右，待伤口基本愈合时，用两把磨的很尖的钟表镊子，渐次剥去卵外胶膜，直至余下一层受精膜为止。操作步骤如下：在双目解剖镜下，先将一把尖头镊子的一边尖端从卵子附着皿底的胶膜处小心而快速地插入到最内层胶膜，然后夹紧胶膜，把卵固定住，再用另一把镊子从卵子另一侧夹紧胶膜，向上向后把胶膜掀去，若用两把镊子左右对拉，则易损伤卵子，且使卵质变位，影响胚胎发育。
剥膜后的卵子移到盛有手术液的培养皿中置于玻璃板上，供注核用。
（二）供体细胞的分离
取囊胚或早期原肠胚的外胚层作为供体细胞。先在滤纸上除去胶膜，然后移入皿底涂有一层琼脂的并盛有分离液的培养皿中，用两把镊子剥去胚胎外余下的各层胶膜，切下外胚层，吸去不用的胚胎部分。一个很小的组织块放在分离液内数分钟，并轻轻摇动，细胞便可自行分散。如不分散，可用毛细吸管轻轻吹打。
分散后的胚胎细胞用毛细吸管移到盛有手术液的培养皿中，置于涂有琼脂的小载玻片上，作为移植时的供体细胞。
（三）核移植
1. 显微注射器的准备：
每次手术前应向显微注射器的整个管道系统灌入手术液或双蒸水，检查管道的各衔接处有否漏气。管内只要有一极小的气泡，注射器的调节就失灵。同时应注意选择弹簧上弹性较灵敏的部位以便操作准确（图17.2，17.3，17.4）。
2. 微型吸管的制备：
吸管最好用软质玻璃管。制作前，先将玻管用洗液洗净，再用蒸馏水彻底将酸洗去。这样可使拉出的微吸管内部洁净，不致影响细胞核的吸入和射出。将玻管拉成口径1mm的细管，然后在微火焰上，再拉成微吸管，管径在10-20微米之间（图17.5，17.6）。
3. 吸细胞核：
吸核的方法不是将微吸管头刺入供体细胞内吸取细胞核，而是利用显微操纵台通过轻轻地来回转动千分尺外径，将一个细胞慢慢地吸入微吸管。必须注意微吸管的内径要比细胞小，这样能使被吸入的细胞由于吸力的作用而破裂，结果可以依靠目测，将细胞核和包在它周围的一部分细胞质一起吸入管内，避免细胞核直接与液体接触，以免受损。还应调节使供体细胞尽量靠近管口，避免注核时带入较多的手术液。
4. 注核：
将吸有供体细胞核的微吸管在离动物极45度左右的地方刺入动物半球的中心，再稍微向上提一下管口，然后轻轻地推动微量注射器，把管内的细胞核连同周围的细胞质慢慢地注入卵内。如果注射速度太快，注入卵内的压力过大，则会使卵子破裂，导致实验失败。
一般从首次去胶膜到注完15个左右的核，需2-2.5小时，时间过长，将会影响移核卵的发育。
5. 培养观察：
移核后的卵子转入1/10 Holtfreter 液中，置25℃恒温箱中培养。及时观察卵子的发育并做好记录。
6. 用同批卵按常规人工授精的方法获得受精卵，置培养皿中在同等温度条件下培养，以便与移核卵作对比观察。
二、哺乳动物的细胞核移植
1. 取卵：
取卵的方法与实验十六相同。
2. 去核卵的制作：
用白色小鼠的受精卵作受体，在有相差干涉装置的显微镜下，将预先备好的移核针管头端，借助显微操作器刺入受精卵的透明带，让针头仅穿过透明带而不刺破卵子的质膜。再用针口对准雄核，隔着质膜将其吸入针管内。然后将针口对准雌核，以同样的方法将雌、雄原核吸至针管前端，随即慢慢拔出针管。此时可见到卵子质膜弹性很大，在管口与透明带之间质膜被拉成细丝，然后断开，形成只有细胞质的去核卵和在针管内有两个原核和少量细胞质，外有质膜包裹的两个部分。该去核卵即作受体用（图17.7）。
3. 细胞核移植：
用同法将作供体的黑小鼠受精卵的雌、雄原核吸入针管内，然后吸入少许仙台病毒（Inactivatied Sendai Viras），再将上述针管移至去核卵，让管口穿过透明带原有的小孔进入卵周隙，此时轻轻转动注射器，使外有质膜包裹的雌、雄原核和仙台病毒一起进入受体卵的透明带与质膜之间的卵周隙，然后把针管缓缓抽出即可（图17.8）。如继续观察，能见到在病毒的作用下，移入细胞核所带的质膜与去核的质膜接触处，质膜慢慢溶化消失，雌、雄原核进入受体卵的融合过程。该移核卵子，实际是核质杂交。如果操作成功，在二氧化碳培养箱内培养， 90%以上的卵子可发育至胚泡期，经过胚胎移
植可获得核移植的核质杂交小鼠。
在核移植的全过程中，每一步骤均需严格操作，尽量减少对细胞膜、质和核的损伤，所用的器皿也需严格消毒，防止污染，以提高各个步骤的成活率。
实验材料
1.实验材料：
蛙受精卵，蛙囊胚晚期或原肠早期胚胎，昆明白小鼠，黑小鼠（C57BL―6）.
2.实验仪器：
显微操作器、显微注射器、拉针器、酒精喷灯、虹膜剪刀、尖头钟表镊、
内径0.5cm，0.3cm玻璃管、1mm玻璃毛细管、玻璃针、培养皿、弯头吸管、毛细吸管、微吸管、温箱、双目解剖镜、显微镜。
3.实验药品：
手术液：即 Holtfreter液，需煮沸消毒
分离液：
NaCl 0.35g
KCl 0.005g
双蒸水 100ml
待以上混合液煮沸消毒冷却后加入
EDTA(乙二胺四乙酸) 18.6mg
NaHCO3 0.02g
Ringer液
70%酒精
2%琼脂
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时间：2023-10-20 12:43
供体母羊的选择和检查；供体母羊发情周期的记载；供体母羊超数排卵处理；供体母羊的发情和人工授精；受体母羊的选择；受体母羊的发情记载；供体、受体母羊的同期发情处理；供体母羊的胚胎收集；胚胎的检验、分类、保存；受体母羊移入胚胎；供体、受体母羊的术后管理；受体母羊的妊娠诊断；妊娠受体母羊的管理及分娩；羔羊的登记。
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时间：2023-10-20 12:43
哺乳动物的细胞核移植也早已引起关注，因哺乳类受精卵极小，体外培养和细胞核移植技术难度大，因此直到1981年IIImensee和Hoppe才首次报道获得成功。Mcgrath和Solter 在1983年发表了用核移植技术与细胞融合相配合的方法，能将90%以上的移核卵培养到胚泡期。经过胚胎移植，均可获得一定比例的核移植小鼠。
本实验以蛙和哺乳动物为实验材料介绍细胞核移植技术。
实验技术
一、蛙的细胞核移植（图17.1）
（一）受体卵的准备
1.去膜：
经人工催产使蛙卵成熟。挤出成熟的蛙卵，逐个去掉卵胶膜，接着把卵整齐地排列在高温灭菌过的培养皿内，使其粘于皿底。并使卵子动物极朝上，以便进行激动和挑核。然后加入适量的手术液，每次可在一个培养皿内排列卵25-40个。
2. 激动：
蛙卵在未受精前仍处于第二次成熟*的中期。为了使卵子完成第二次成熟*，排出第二极体，在双目解剖镜下，用一枚消毒过的玻璃针在动物极靠近赤道的地区浅刺一下，目的是代替自然受精时精子入卵的过程。由于针刺动作比精子入卵的速度快得多，所以针刺手术要轻缓。激动后的卵子，10-15分钟后产生第二极体。在解剖镜下可见动物极附近有一折光的圆形小球，此即第二极体。
3. 挑核：
当第二极体出现时，用一枚消毒过的玻璃针在极体处斜插入卵子表层，然后迅速提起针尖，由于卵黄膜的破裂，极体下的卵核随着一小部分细胞质流出卵外，形成一个卵外球，一般极体排出15分钟以后会逐渐消失。这样挑核应在极体出先后10分钟内完成，否则核将沉入卵子中心，去核手术不易成功。
4. 再去膜：
挑核后经过10分钟左右，待伤口基本愈合时，用两把磨的很尖的钟表镊子，渐次剥去卵外胶膜，直至余下一层受精膜为止。操作步骤如下：在双目解剖镜下，先将一把尖头镊子的一边尖端从卵子附着皿底的胶膜处小心而快速地插入到最内层胶膜，然后夹紧胶膜，把卵固定住，再用另一把镊子从卵子另一侧夹紧胶膜，向上向后把胶膜掀去，若用两把镊子左右对拉，则易损伤卵子，且使卵质变位，影响胚胎发育。
剥膜后的卵子移到盛有手术液的培养皿中置于玻璃板上，供注核用。
（二）供体细胞的分离
取囊胚或早期原肠胚的外胚层作为供体细胞。先在滤纸上除去胶膜，然后移入皿底涂有一层琼脂的并盛有分离液的培养皿中，用两把镊子剥去胚胎外余下的各层胶膜，切下外胚层，吸去不用的胚胎部分。一个很小的组织块放在分离液内数分钟，并轻轻摇动，细胞便可自行分散。如不分散，可用毛细吸管轻轻吹打。
分散后的胚胎细胞用毛细吸管移到盛有手术液的培养皿中，置于涂有琼脂的小载玻片上，作为移植时的供体细胞。
（三）核移植
1. 显微注射器的准备：
每次手术前应向显微注射器的整个管道系统灌入手术液或双蒸水，检查管道的各衔接处有否漏气。管内只要有一极小的气泡，注射器的调节就失灵。同时应注意选择弹簧上弹性较灵敏的部位以便操作准确（图17.2，17.3，17.4）。
2. 微型吸管的制备：
吸管最好用软质玻璃管。制作前，先将玻管用洗液洗净，再用蒸馏水彻底将酸洗去。这样可使拉出的微吸管内部洁净，不致影响细胞核的吸入和射出。将玻管拉成口径1mm的细管，然后在微火焰上，再拉成微吸管，管径在10-20微米之间（图17.5，17.6）。
3. 吸细胞核：
吸核的方法不是将微吸管头刺入供体细胞内吸取细胞核，而是利用显微操纵台通过轻轻地来回转动千分尺外径，将一个细胞慢慢地吸入微吸管。必须注意微吸管的内径要比细胞小，这样能使被吸入的细胞由于吸力的作用而破裂，结果可以依靠目测，将细胞核和包在它周围的一部分细胞质一起吸入管内，避免细胞核直接与液体接触，以免受损。还应调节使供体细胞尽量靠近管口，避免注核时带入较多的手术液。
4. 注核：
将吸有供体细胞核的微吸管在离动物极45度左右的地方刺入动物半球的中心，再稍微向上提一下管口，然后轻轻地推动微量注射器，把管内的细胞核连同周围的细胞质慢慢地注入卵内。如果注射速度太快，注入卵内的压力过大，则会使卵子破裂，导致实验失败。
一般从首次去胶膜到注完15个左右的核，需2-2.5小时，时间过长，将会影响移核卵的发育。
5. 培养观察：
移核后的卵子转入1/10 Holtfreter 液中，置25℃恒温箱中培养。及时观察卵子的发育并做好记录。
6. 用同批卵按常规人工授精的方法获得受精卵，置培养皿中在同等温度条件下培养，以便与移核卵作对比观察。
二、哺乳动物的细胞核移植
1. 取卵：
取卵的方法与实验十六相同。
2. 去核卵的制作：
用白色小鼠的受精卵作受体，在有相差干涉装置的显微镜下，将预先备好的移核针管头端，借助显微操作器刺入受精卵的透明带，让针头仅穿过透明带而不刺破卵子的质膜。再用针口对准雄核，隔着质膜将其吸入针管内。然后将针口对准雌核，以同样的方法将雌、雄原核吸至针管前端，随即慢慢拔出针管。此时可见到卵子质膜弹性很大，在管口与透明带之间质膜被拉成细丝，然后断开，形成只有细胞质的去核卵和在针管内有两个原核和少量细胞质，外有质膜包裹的两个部分。该去核卵即作受体用（图17.7）。
3. 细胞核移植：
用同法将作供体的黑小鼠受精卵的雌、雄原核吸入针管内，然后吸入少许仙台病毒（Inactivatied Sendai Viras），再将上述针管移至去核卵，让管口穿过透明带原有的小孔进入卵周隙，此时轻轻转动注射器，使外有质膜包裹的雌、雄原核和仙台病毒一起进入受体卵的透明带与质膜之间的卵周隙，然后把针管缓缓抽出即可（图17.8）。如继续观察，能见到在病毒的作用下，移入细胞核所带的质膜与去核的质膜接触处，质膜慢慢溶化消失，雌、雄原核进入受体卵的融合过程。该移核卵子，实际是核质杂交。如果操作成功，在二氧化碳培养箱内培养， 90%以上的卵子可发育至胚泡期，经过胚胎移
植可获得核移植的核质杂交小鼠。
在核移植的全过程中，每一步骤均需严格操作，尽量减少对细胞膜、质和核的损伤，所用的器皿也需严格消毒，防止污染，以提高各个步骤的成活率。
实验材料
1.实验材料：
蛙受精卵，蛙囊胚晚期或原肠早期胚胎，昆明白小鼠，黑小鼠（C57BL―6）.
2.实验仪器：
显微操作器、显微注射器、拉针器、酒精喷灯、虹膜剪刀、尖头钟表镊、
内径0.5cm，0.3cm玻璃管、1mm玻璃毛细管、玻璃针、培养皿、弯头吸管、毛细吸管、微吸管、温箱、双目解剖镜、显微镜。
3.实验药品：
手术液：即 Holtfreter液，需煮沸消毒
分离液：
NaCl 0.35g
KCl 0.005g
双蒸水 100ml
待以上混合液煮沸消毒冷却后加入
EDTA(乙二胺四乙酸) 18.6mg
NaHCO3 0.02g
Ringer液
70%酒精
2%琼脂
热心网友
时间：2023-10-20 12:43
供体母羊的选择和检查；供体母羊发情周期的记载；供体母羊超数排卵处理；供体母羊的发情和人工授精；受体母羊的选择；受体母羊的发情记载；供体、受体母羊的同期发情处理；供体母羊的胚胎收集；胚胎的检验、分类、保存；受体母羊移入胚胎；供体、受体母羊的术后管理；受体母羊的妊娠诊断；妊娠受体母羊的管理及分娩；羔羊的登记。
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